Аннотация
Изменение активности фактора VIII под влиянием различных воздействий на донорскую плазму крови неоднократно становилось предметом сравнительных исследований. Иногда суммарная погрешность измерений может иметь большее влияние
на сравниваемые выборки, чем эффект от применяемых воздействий. Целью работы являлась оценка применимости одностадийного клоттингового метода в исследовании влияния термических и механических воздействий при размораживании
человеческой плазмы крови на сохранность ее показателей. Для этого донорскую плазму разделили на парные образцы, которые замораживали, а затем нагревали от -30 °C до +36,6 °C. Каждый первый парный образец подвергался стандартным
воздействиям в серийно выпускаемом устройстве для размораживания, а второй — одному из четырех высокоинтенсивных
режимов нагревания. Определение активности фактора VIII осуществлялось до и после оттаивания путем двукратных
повторных измерений на автоматическом коагулометре ACL TOP 300 с использованием реагентов HemosIL. Активность
фактора VIII в образцах после высокоинтенсивного оттаивания была выше, чем после стандартной процедуры. Разница в
процентном отношении к средним исходным значениям составляла от 2,1 до 7,3 %. При повторных измерениях превышение
фактической внутрисерийной вариации результатов над ожидаемой по описанию реагента было надежным маркером для
выявления аномальных значений. Представлены примеры их влияния на результаты сравнительного исследования и описан
подход к организации лабораторной службы для предупреждения ошибок. Показана на ограниченной выборке применимость
одностадийного клоттингового метода измерения активности фактора VIII в исследовании влияния высокоинтенсивных
режимов оттаивания на сохранность плазмы крови.
Annotation
Comparative studies have repeatedly examined the changes in factor VIII activity in donor blood plasma under various influences. The
total measurement error may sometimes have a greater impact on the compared samples than the applied exposures. The aim of this
study was to evaluate the suitability of the one-stage clotting assay for investigating the influence of thermal and mechanical effects
on the preservation of human blood plasma parameters during thawing. To accomplish this, the donor plasma was divided into paired
samples, frozen, and then heated from -30 °C to +36.6 °C. Each first paired sample underwent standard exposures in a commercially
available thawing device, while the second underwent one of four high-intensity heating modes. Factor VIII activity was determined
before and after thawing by twice repeated measurements on an automatic coagulometer ACL TOP 300 using HemosIL reagents. The
activity of factor VIII in samples after high-intensity thawing was higher than after the standard procedure. The difference, expressed
as a percentage of the mean initial values, ranged from 2.1% to 7.3%. In repeated measurements, the excess of the actual within-series
variation in results over that expected from the reagent description was a reliable marker for detecting anomalous values. This text
presents examples of how anomalous values can influence the results of a comparative study and describes an approach to organizing
a laboratory service to prevent errors. The applicability of the one-stage coagulation assay for the measurement of factor VIII activity
to study the effect of high-intensity thawing modes on the preservation of blood plasma was demonstrated using a limited sample.
Key words: factor VIII activity; blood plasma; thawing
Список литературы
ЛИТЕРАТУРА
1. Packebush M.H., Sanchez-Martinez S., Biswas S., Kc S., Nguyen K.H.,
Ramirez J.F. et al. Natural and engineered mediators of desiccation tolerance stabilize Human Blood Clotting Factor VIII in a dry state. Sci.
Rep. 2023; 13(1): 4542. DOI: 10.1038/s41598-023-31586-9.
2. Anzengruber J., Feichtinger M., Bärnthaler P., Haider N., Ilas J., Pruckner N. et al. How full-length FVIII benefits from its heterogeneity —
insights into the role of the B-domain. Pharm. Res. 2019; 36(5): 77.
DOI: 10.1007/s11095-019-2599-2.
3. Church N., Leong L., Katterle Y., Ulbrich H.F., Noerenberg I., Kitchen S. et al. Factor VIII activity of BAY 94-9027 is accurately measured with most commonly used assays: Results from an international
laboratory study. Haemophilia. 2018; 24(5): 823-32. DOI: 10.1111/
hae.13564.
4. Marlar R.A., Strandberg K., Shima M., Adcock D.M. Clinical utility
and impact of the use of the chromogenic vs one-stage factor activity
assays in haemophilia A and B. Eur. J. Haematol. 2020; 104(1): 3-14.
DOI: 10.1111/ejh.13339.
5. Kim J.Y, You C.W. The prevalence and risk factors of inhibitor development of FVIII in previously treated patients with hemophilia A. Blood
Res. 2019; 54(3): 204-9. DOI: 10.5045/br.2019.54.3.204.
6. Peyvandi F., Kenet G., Pekrul I., Pruthi R.K., Ramge P., Spannagl M.
Laboratory testing in hemophilia: Impact of factor and non-factor replacement therapy on coagulation assays. J. Thromb. Haemost. 2020;
18(6): 1242-55. DOI: 10.1111/jth.14784.
7. Лемонджава В.Н., Чечеткин А.В., Гудков А.Г., Леушин В.Ю., Касьянов А.Д., Киселева Е.А. Термолабильность фактора VIII в донорской свежезамороженной плазме крови. Гематология и трансфузиология. 2021; 66: 593-609. DOI: 10.35754/0234-5730-2021-
66-4-593-609.
8. Wasiluk T., Rogowska A., Boczkowska-Radziwon B., Zebrowska A.,
Bolkun L., Piszcz J. et al. Maintaining plasma quality and safety in the
state of ongoing epidemic — The role of pathogen reduction. Transfus.
Apher. Sci. 2021; 60(1): 102953. DOI: 10.1016/j.transci.2020.102953.
9. Bubinski M., Gronowska A., Szykula P., Kluska K., Kuleta I., Ciesielska E. et al. Plasma pooling in combination with amotosalen/
UVA pathogen inactivation to increase standardisation and safety of
therapeutic plasma units. Transfus. Med. 2021; 31(2): 136-41. DOI:
10.1111/tme.12763.
10. Flaumenhaft E.J., Khat T., Marschner S. Retention of coagulation factors and storage of freeze-dried plasma. Mil. Med. 2021; 186(1): 400-7.
DOI: 10.1093/milmed/usaa347.
11. Жибурт Е.Б., Чемоданов И.Г., Шестаков Е.А. Производство
криопреципитата в России: прошлое, настоящее и будущее.
Гематология и трансфузиология. 2019; 64(1): 16-20. DOI:
10.35754/0234-5730-2019-64-1-16-20.
12. Varlamov O.O., Chuvikov D.A., Lemondzhava V.N., Gudkov A.G.,
Aladin D.V., Adamova L.E. et al. A software package supporting decision making on the safety of thermolabile blood components. Biomed.
Eng. 2022; 55(5): 355-9. DOI: 10.1007/s10527-022-10135-0.
13. Winter K.M., Webb R.G., Mazur E., Ismay S., Marinakis D., Marks
D.C. Increasing the time-to-freezing for clinical apheresis plasma
meets quality specifications. Vox. Sang. 2023; 118(11): 993-6. DOI:
10.1111/vox.13532.
14. Runkel S., Hitzler W.E., Hellstern P. The impact of whole blood processing and freezing conditions on the quality of therapeutic plasma
prepared from whole blood. Transfusion. 2015; 55(4): 796-804. DOI:
10.1111/trf.12914.
15. Zhao Y., Feng G., Zhang J., Gong R., Cai C., Feng L. Effects of preanalytical frozen storage time and temperature on screening coagulation tests and factors VIII and IX activity. Sci. Rep. 2017; 7(1): 12179.
DOI: 10.1038/s41598-017-11777-x.
16. Dhantole L., Dubey A., Sonker A. A study on factors influencing the hemostatic potential of fresh frozen plasma. Asian J. Transfus. Sci. 2019;
13(1): 23-9. DOI: 10.4103/ajts.AJTS_139_17.
17. Rijnhout T.W.H., Noorman F., De Kort B., Zoodsma M., Hoencamp R.
Prolonged (post-thaw) shelf life of -80 °C frozen AB apheresis plasma.
Transfusion. 2020; 60(8): 1846-55. DOI: 10.1111/trf.15963.
18. Liu C., Ling L., Huang X., Mi J., Liao J., Jia J. et al. Evaluation of
Activated Partial Thromboplastin Time Mixing Studies Using Several
Methods. Arch. Pathol. Lab. Med. 2022; 146(11): 1387-94. DOI:
10.5858/arpa.2021-0123-OA.
19. Farrugia A. Factor VIII manufactured from plasma—the ups and
downs, and the up again: a personal journey—part 2: aspects of factor VIII manufacture from plasma. Annals of Blood. 2018; 3(2).
DOI:10.21037/aob.2018.02.05.
20. Linskens E.A., Devreese K.M.J. Pre-analytical stability of coagulation
parameters in plasma stored at room temperature. Int. J. Lab. Hematol.
2018; 40(3): 292-303. DOI: 10.1111/ijlh.12784.
21. Gaudard M., Boissier E., Talon L., Douxfils J., Sapin A.F., Sinegre T. et al. Stability of coagulation parameters in plasma samples at room
temperature after one freeze/thaw cycle. Int. J. Lab. Hematol. 2022;
44(3): 610-8. DOI: 10.1111/ijlh.13794.
22. Draman R., Yousuf R., Abdul Aziz S., Ding C.H., Zainol S., Leong C.F.
A Preliminary study on coagulation parameters and sterility of thawed
refrozen fresh frozen plasma. Indian J. Hematol. Blood Transfus. 2020;
36(1): 112-6. DOI: 10.1007/s12288-019-01171-0.
23. Gosselin R.C., Marlar R.A. Preanalytical variables in coagulation testing: setting the stage for accurate results. Semin. Thromb. Hemost.
2019; 45(5): 433-48. DOI: 10.1055/s-0039-1692700.
24. Fylling K.A., Tange J.I., Chen D., Pruthi R.K. Heat inactivation of extended half-life factor VIII concentrates. Haemophilia. 2019; 25(2):
e130-e131. DOI: 10.1111/hae.13700.
25. Brown H.C., Gangadharan B., Doering C.B. Enhanced biosynthesis
of coagulation factor VIII through diminished engagement of the unfolded protein response. J. Biol. Chem. 2011; 286(27): 24451-7. DOI:
10.1074/jbc.M111.238758.
26. Zwagemaker A.F., Kloosterman F.R., Gouw S.C, Boyce S., Brons P.,
Cnossen M.H. et al. Little discrepancy between one-stage and chromogenic factor VIII (FVIII)/IX assays in a large international cohort
of persons with nonsevere hemophilia A and B. J. Thromb. Haemost.
2023; 21(4): 850-61. DOI: 10.1016/j.jtha.2022.11.040.
27. Strandberg K., Augustsson C. Evaluation of the Atellica COAG 360
coagulation analyzer in a specialized coagulation laboratory. J. Clin.
Lab. Anal. 2022; 36(3): e24276. DOI: 10.1002/jcla.24276.
28. Lowe A.E., Jones R., Kitchen S., Geisen U., Rozsnyai G., Jilma P. et al.
Multicenter performance evaluation and reference range determination
of a new one-stage factor VIII assay. J. Clin. Lab. Anal. 2022; 36(4):
e24294. DOI: 10.1002/jcla.24294.
29. van Moort I., Meijer P., Priem-Visser D., van Gammeren A.J., Péquériaux N.C.V., Leebeek F.W.G. et al. Analytical variation in factor VIII
one-stage and chromogenic assays: Experiences from the ECAT external quality assessment programme. Haemophilia. 2019; 25(1): 162-9.
DOI: 10.1111/hae.13643.
30. Akkaya E., Hatiboglu S., Koc B., Genc S., Unuvar A., Karaman S. et
al. Evaluation of chromogenic factor VIII assay compared with onestage clotting assay. Clin. Lab. 2020; 66(10). DOI: 10.7754/Clin.
Lab.2020.191145.
31. Boylan B., Miller C.H. Effects of pre-analytical heat treatment in factor
VIII (FVIII) inhibitor assays on FVIII antibody levels. Haemophilia.
2018; 24(3): 487-91. DOI: 10.1111/hae.13435.
32. Пискунов Д.П., Данилова Л.А., Пушкин А.С., Рукавишникова С.А.
Влияние экзогенных и эндогенных факторов на качество преаналитического этапа лабораторных исследований (обзор литературы). Клиническая лабораторная диагностика. 2020; 65(12): 778-
84. DOI: 10.18821/0869-2084-2020-65-12-778-784.
33. Козлова В.А., Покровская М.С., Мешков А.Н., Драпкина О.М. Современные подходы к транспортировке биообразцов при низких
температурах. Клиническая лабораторная диагностика. 2020;
65(10): 619-25. DOI: 10.18821/0869-2084-2020-65-10-619-625.
34. Лемонджава В.Н., Гудков А.Г., Леушин В.Ю., Чечеткин А.В., Касьянов А.Д. Информационные технологии мониторинга технологических операций в цепочке от момента донации до момента
трансфузии донорских компонентов крови. Клиническая лабораторная диагностика. 2021; 66(S4): 38-9.
35. Lemondzhava V.N., Leushin V.Y., Khalapsina T.M., Agasieva S.V.,
Gorlacheva E.N., Chizhikov S.V. et al. Automated Systems for Thawing Cryopreserved Blood Components. Biomed. Eng. 2018; 51(6):
385–8. DOI: 10.1007/s10527-018-9755-6.
36. Lemondzhava V.N., Lemondzhava T.Yu., Gudkov A.G., Shashurin
V.D., Leushin V.Yu., Kasyanov A.D. Technological optimization of the
process of preparation of fresh frozen blood plasma to transfusion in
devices for its thermal processing. AIP Conference Proceedings. 2023;
2605(1): 020013. DOI: 10.1063/5.0110400.
37. Мухамеджанова Н.И., Арипов О.А. Внешняя оценка качества клинико-диагностических лабораторий. Возможные источники ошибок. Клиническая лабораторная диагностика. 2019; 64(1): 42-5.
DOI: 10.18821/0869-2084-2019-64-1-42-45.
38. Потылицина В.В., Самойленко В.В., Лобанова С.М., Ольховский
И.А., Пальгова И.В. К вопросу использования методов фактор-параллелизма и индекса циркулирующего антикоагулянта в алгоритме диагностики дефицита факторов свертывания. Клиническая лабораторная диагностика. 2019; 64(2): 83-8. DOI: 10.18821/0869-
2084-2019-64-2-83-88.
39. Padmore R., Petersen K., Campbell C., Chennette M., Sabourin A.,
Shaw J. Practical application of mathematical calculations and statistical methods for the routine haematology laboratory. Int. J. Lab. Hematol. 2022; 44(1): 11-20. DOI: 10.1111/ijlh.13934.
40. Ma S., Wang T. The optimal pre-post allocation for randomized clinical
trials. BMC Med. Res. Methodol. 2023; 23: 72. DOI: 10.1186/s12874-
023-01893-w.
41. Adcock D.M., Strandberg K., Shima M., Marlar R.A. Advantages, disadvantages and optimization of one-stage and chromogenic factor activity assays in haemophilia A and B. Int. J. Lab. Hematol. 2018; 40(6):
621-9. DOI: 10.1111/ijlh.12877.
42. Batty P., Hart D.P., Platton S. Optimization of pre-analytical heat treatment for inhibitor detection in haemophilia A. Int. J. Lab. Hematol.
2018; 40(5): 561-8. DOI: 10.1111/ijlh.12862.